Phân tích các yếu tố ảnh hưởng đến biểu hiện của dấu ấn mô cd142 để dự đoán nguy cơ đông máu ở bệnh nhân truyền tế bào gốc trung mô

Nghiên cứu dấu ấn mô CD142 và các yếu tố ảnh hưởng đến nguy cơ đông máu ở bệnh nhân truyền tế bào gốc trung mô. Phân tích chuyên sâu, kết quả quan trọng.

• Tác giả: Lê Đức Sơn
• Người hướng dẫn: TS. Hoàng Thanh Vân
• Trường học: Trường Đại học Khoa học Tự nhiên
• Chuyên ngành: Công nghệ Sinh học
• Đề tài: Phân tích các yếu tố ảnh hưởng đến biểu hiện của dấu ấn mô CD142 để dự đoán nguy cơ đông máu ở bệnh nhân truyền tế bào gốc trung mô
• Loại tài liệu: Luận văn thạc sĩ
• Năm xuất bản: 2023
• Địa điểm: Hà Nội

Mục lục chi tiết

• LỜI CAM ĐOAN
• LỜI CẢM ƠN
• MỞ ĐẦU
• 0.1. Tổng quan về tế bào gốc trung mô
• 0.2. Sơ lược về tế bào gốc trung mô
• 0.3. Các nguồn phân lập tế bào gốc trung mô
• 0.4. Tiềm năng trị liệu của tế bào gốc trung mô
• 0.5. Hiện tượng đông máu sau truyền tế bào gốc trung mô
• 0.6. Báo cáo trên mô hình động vật và bệnh nhân
• 0.7. Tác nhân gây đông máu sau truyền tế bào gốc trung mô
• 0.8. Dấu ấn mô và vai trò
• 0.9. Biểu hiện của dấu ấn mô trong các loại mô, tế bào
• 0.10. Cấu trúc của dấu ấn mô
• 0.11. Chức năng của dấu ấn mô
• 0.12. Mối liên hệ giữa dấu ấn mô và tế bào gốc trung mô
• 1. CHƯƠNG 1: TỔNG QUAN VỀ TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ
• 1.1. Sơ lược về tế bào gốc trung mô
• 1.2. Các nguồn phân lập tế bào gốc trung mô
• 1.3. Tiềm năng trị liệu của tế bào gốc trung mô
• 1.4. Hiện tượng đông máu sau truyền tế bào gốc trung mô
• 1.5. Báo cáo trên mô hình động vật và bệnh nhân
• 1.6. Tác nhân gây đông máu sau truyền tế bào gốc trung mô
• 1.7. Dấu ấn mô và vai trò
• 1.8. Biểu hiện của dấu ấn mô trong các loại mô, tế bào
• 1.9. Cấu trúc của dấu ấn mô
• 1.10. Chức năng của dấu ấn mô
• 1.11. Mối liên hệ giữa dấu ấn mô và tế bào gốc trung mô
• 2. NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP
• 2.1. Đối tượng nghiên cứu
• 2.2. Hóa chất và thiết bị
• 2.3. Phương pháp
• 2.3.1. Rã đông tế bào
• 2.3.2. Nuôi tế bào
• 2.3.3. Phân tích thời gian tăng sinh
• 2.3.4. Nuôi tế bào ở các mật độ khác nhau
• 2.3.5. Nuôi tế bào trong điều kiện oxy sinh lý
• 2.3.6. Phân tích thời gian hình thành cục fibrin
• 2.3.7. Xử lý tế bào với môi trường có chứa cytokine
• 2.3.8. Đánh giá tác động của điều kiện bảo quản tế bào
• 2.3.9. Phân tích tế bào theo dòng chảy - flow cytometry
• 2.3.10. Phân tích biểu hiện gen bằng PCR định lượng – real-time PCR
• 2.3.11. Phân tích số liệu
• 3. BIỂU HIỆN CỦA DẤU ẤN MÔ TRÊN CÁC NGUỒN TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ
• 3.1. Thời gian kích hoạt đông máu trên các nguồn tế bào gốc trung mô
• 3.2. Biểu hiện các gen tiền kích thích / ức chế đông máu trên các nguồn tế bào gốc trung mô
• 3.3. Các yếu tố ảnh hưởng biểu hiện dấu ấn mô
• 3.3.1. Dấu ấn mô và thời gian nuôi
• 3.3.2. Dấu ấn mô và mật độ tế bào
• 3.3.3. Dấu ấn mô và điều kiện oxy sinh lý
• 3.3.4. Dấu ấn mô và ảnh hưởng của cytokine
• 3.3.5. Dấu ấn mô trong điều kiện chuẩn bị mẫu và bảo quản
• 4. KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ
• TÀI LIỆU THAM KHẢO

Tóm tắt

I. Tế Bào Gốc Trung Mô MSC Tổng Quan Tiềm Năng Lớn

Tế bào gốc trung mô (MSCs) là một tập hợp các dòng tế bào gốc đa năng, được tìm thấy trong nhiều loại mô trưởng thành, mô chu sinh và mô thai nhi. Mặc dù sự tồn tại của MSCs đã được đề xuất từ lâu, nhưng phải đến năm 1970, người ta mới thừa nhận sự tồn tại của loại tế bào gốc đa năng này khi chúng lần đầu được phân lập từ tủy xương. MSCs có nhiều đặc tính nổi bật như khả năng tăng sinh mạnh mẽ, khả năng điều hòa miễn dịch/chống viêm và khả năng biệt hóa thành nhiều dòng tế bào khác nhau. Do tiềm năng biệt hóa lớn, tế bào gốc trung mô được coi là một công cụ đầy hứa hẹn cho các phương pháp tiếp cận y học tái tạo. Các đặc tính và tiềm năng ứng dụng của MSCs phần nào khác nhau phụ thuộc vào nguồn phân lập của chúng, mở ra nhiều hướng nghiên cứu và ứng dụng tiềm năng trong tương lai.

1.1. Nguồn Phân Lập Tế Bào Gốc Trung Mô MSC

MSCs có thể được phân lập từ nhiều nguồn khác nhau, bao gồm tủy xương, mô mỡ, dây rốn, tủy răng, máu ngoại vi, nội mạc tử cung, da, cơ. Tế bào gốc từ tủy xương là nguồn MSCs đầu tiên được báo cáo và vẫn là dòng tế bào được nghiên cứu thường xuyên nhất. Bên cạnh tủy xương, mô mỡ, dây rốn, và tủy răng cũng là các nguồn chính cho phân lập MSCs sử dụng trong nghiên cứu ứng dụng lâm sàng. Các nguồn khác nhau mang lại những ưu và nhược điểm riêng, ảnh hưởng đến khả năng ứng dụng trong các liệu pháp khác nhau.

1.2. Tiềm Năng Trị Liệu Của Tế Bào Gốc Trung Mô

Hiện nay, MSCs đã và đang được thử nghiệm cho điều trị một loạt các bệnh như nhồi máu cơ tim, bệnh viêm ruột, ung thư, rối loạn hệ thần kinh, các bệnh về răng hàm mặt, SARS-CoV-2, bệnh Crohn, bệnh ghép chống chủ. Theo Thư viện Y khoa Quốc gia Hoa Kỳ, tổng cộng 9356 thử nghiệm lâm sàng về liệu pháp tế bào gốc trên toàn thế giới đã được đăng ký cho đến ngày 23/3/2023. Trong số đó, 1505 thử nghiệm có liên quan đến liệu pháp MSCs. Việt Nam cũng đang chứng kiến sự gia tăng mạnh mẽ của các nghiên cứu về tế bào gốc nói chung và MSCs nói riêng, hứa hẹn mở ra nhiều cơ hội điều trị bệnh mới.

II. Nguy Cơ Đông Máu Thách Thức Khi Truyền Tế Bào Gốc MSC

MSCs đã cho thấy những tiềm năng to lớn trong ứng dụng y học tái tạo và điều trị bệnh, tuy nhiên vẫn tồn tại những thách thức lớn về vấn đề an toàn. Một số nghiên cứu đã cho thấy MSCs kích hoạt quá trình đông máu và gây ra biến chứng huyết khối ở cả mô hình động vật và trên bệnh nhân điều trị. Các biến chứng sau cấy ghép MSCs trên bệnh nhân cũng được ghi nhận, bao gồm thuyên tắc phổi và huyết khối tĩnh mạch. Điều này đặt ra yêu cầu cấp thiết về việc nghiên cứu sâu hơn về cơ chế gây đông máu của MSCs và tìm kiếm các giải pháp phòng ngừa hiệu quả.

2.1. Báo Cáo Về Đông Máu Trên Mô Hình Động Vật

Tỷ lệ tử vong cao ∼85% ở chuột đã được ghi nhận sau khi truyền AT-MSCs qua tĩnh mạch với nguyên nhân là do thuyên tắc phổi. Một thử nghiệm khác trên chuột cho thấy tiêm AT-MSCs dẫn đến giảm tuần hoàn máu. Kiểm tra sau đó phát hiện có MSCs mắc kẹt trong hệ thống mao mạch, dẫn đến 25-40% động vật tử vong do thuyên tắc phổi. Thậm chí, BM-MSCs cũng thể hiện hoạt tính đông máu và hình thành huyết khối gây tắc nghẽn vi mạch trên lợn. Nghiên cứu gần đây cũng chỉ ra hoạt tính đông máu của MSCs có phụ thuộc vào liều truyền.

2.2. Biến Chứng Đông Máu Sau Truyền MSCs Trên Bệnh Nhân

Các biến chứng sau cấy ghép MSCs trên bệnh nhân cũng được ghi nhận. Năm 2013, một người đàn ông tại Hàn Quốc đến bệnh viện thăm khám vì cơn đau ngực. Bệnh viện sau đó phát hiện nhiều vị trí thuyên tắc trong các nhánh động mạch phổi của cả hai phổi, đồng thời có biến chứng nhồi máu phổi phải sau khi truyền AT-MSCs tại cơ sở chưa đủ thẩm quyền. Trong một báo cáo khác, hai bệnh nhân ghép thận và bệnh thận mãn tính đã trải qua huyết khối sau khi truyền UC-MSCs. Huyết khối tĩnh mạch cửa gan trái cũng được quan sát thấy trong một trường hợp khác.

III. CD142 Yếu Tố Mô Dấu Ấn Dự Đoán Nguy Cơ Đông Máu

Dấu ấn mô (Tissue Factor - TF, hay protein đánh dấu bề mặt - CD142), yếu tố khởi đầu con đường đông máu ngoại sinh, được chỉ ra là tác nhân chính dẫn đến thuyên tắc được ghi nhận ở cả mô hình động vật và bệnh nhân truyền MSCs. Do đó, TF/CD142 được đề xuất như một biomarker để dự đoán tình trạng đông máu sau khi truyền MSCs. Tuy nhiên, biểu hiện của TF/CD142 trên tế bào bị ảnh hưởng bởi nhiều yếu tố, đòi hỏi nghiên cứu sâu hơn để ứng dụng hiệu quả.

3.1. CD142 và Vai Trò Trong Quá Trình Đông Máu

CD142, hay còn gọi là Yếu tố mô (Tissue Factor), đóng vai trò then chốt trong việc khởi động quá trình đông máu ngoại sinh. Khi có tổn thương mạch máu, CD142 sẽ liên kết với yếu tố VIIa trong máu, kích hoạt một loạt các phản ứng sinh hóa dẫn đến hình thành cục máu đông. Mức độ biểu hiện của CD142 trên bề mặt tế bào có thể ảnh hưởng trực tiếp đến khả năng gây đông máu của tế bào đó.

3.2. Các Yếu Tố Ảnh Hưởng Đến Biểu Hiện CD142

Biểu hiện của TF/CD142 trên tế bào bị ảnh hưởng bởi nhiều yếu tố như môi trường nuôi cấy, thời gian nuôi cấy, môi trường viêm, nồng độ oxy sinh lý, tình trạng chết tế bào. Các dòng tế bào khác nhau cũng có mức độ biểu hiện TF/CD142 khác nhau. Những nghiên cứu trước đây chỉ thực hiện so sánh theo cặp hai hoặc ba dòng MSCs, do đó chưa đưa ra cái nhìn tổng quát về biểu hiện TF/CD142 giữa nhiều nguồn MSCs. Hơn nữa, những hiểu biết hiện nay về TF/CD142 chủ yếu được khám phá dựa trên MSCs nuôi cấy trong môi trường có bổ sung huyết thanh động vật.

IV. Nghiên Cứu CD142 Phân Tích Các Yếu Tố Ảnh Hưởng Biểu Hiện

Nghiên cứu “Phân tích các yếu tố ảnh hưởng đến biểu hiện của dấu ấn mô CD142 để dự đoán nguy cơ đông máu ở bệnh nhân truyền tế bào gốc trung mô” được thực hiện nhằm cung cấp thêm hiểu biết về TF/CD142 trên MSCs nuôi cấy trong môi trường không huyết thanh và không yếu tố động vật. Nghiên cứu tập trung vào đánh giá hoạt tính đông máu và biểu hiện TF/CD142 ở các nguồn MSCs khác nhau, đồng thời phân tích các yếu tố ảnh hưởng đến biểu hiện TF/CD142 trên MSCs từ dây rốn.

4.1. Mục Tiêu Chính Của Nghiên Cứu Về CD142

Nghiên cứu nhằm: 1) Đánh giá tổng thể hoạt tính đông máu và biểu hiện TF/CD142 ở các nguồn MSCs khác nhau, bao gồm tủy xương, mô mỡ, dây rốn, tủy răng sữa. 2) Phân tích các yếu tố ảnh hưởng biểu hiện TF/CD142 trên MSCs từ dây rốn, bao gồm: thời gian nuôi, mật độ tế bào, điều kiện nuôi 2% oxy, môi trường cytokine (TNFα và INF-γ), điều kiện rã đông và lưu trữ ngắn hạn.

4.2. Phương Pháp Nghiên Cứu Và Phân Tích Dữ Liệu

Nghiên cứu sử dụng các phương pháp nuôi cấy tế bào, phân tích thời gian tăng sinh, phân tích thời gian hình thành cục fibrin, xử lý tế bào với môi trường có chứa cytokine, đánh giá tác động của điều kiện bảo quản tế bào, phân tích tế bào theo dòng chảy - flow cytometry, và phân tích biểu hiện gen bằng PCR định lượng – real-time PCR. Dữ liệu thu thập được sẽ được phân tích thống kê để xác định mối liên hệ giữa các yếu tố và biểu hiện CD142.

V. Kết Quả Biểu Hiện CD142 Ảnh Hưởng Các Yếu Tố Nuôi Cấy

Nghiên cứu đã thu được những kết quả quan trọng về biểu hiện của dấu ấn mô CD142 trên các nguồn tế bào gốc trung mô khác nhau. Kết quả cho thấy có sự khác biệt đáng kể về mức độ biểu hiện CD142 giữa các nguồn MSCs, cũng như sự ảnh hưởng của các yếu tố nuôi cấy như thời gian nuôi, mật độ tế bào, điều kiện oxy sinh lý và môi trường cytokine lên biểu hiện CD142. Những phát hiện này có ý nghĩa quan trọng trong việc tối ưu hóa quy trình nuôi cấy và sử dụng MSCs một cách an toàn và hiệu quả.

5.1. So Sánh Biểu Hiện CD142 Giữa Các Nguồn MSCs

Kết quả nghiên cứu cho thấy có sự khác biệt đáng kể về mức độ biểu hiện CD142 giữa các nguồn MSCs khác nhau. Ví dụ, MSCs từ tủy xương có thể có mức độ biểu hiện CD142 khác so với MSCs từ dây rốn hoặc mô mỡ. Việc hiểu rõ sự khác biệt này là rất quan trọng để lựa chọn nguồn MSCs phù hợp cho từng ứng dụng cụ thể và dự đoán nguy cơ đông máu tiềm ẩn.

5.2. Ảnh Hưởng Của Các Yếu Tố Nuôi Cấy Lên CD142

Nghiên cứu cũng chỉ ra rằng các yếu tố nuôi cấy như thời gian nuôi, mật độ tế bào, điều kiện oxy sinh lý và môi trường cytokine có ảnh hưởng đáng kể đến biểu hiện CD142 trên MSCs. Ví dụ, MSCs được nuôi trong môi trường có nồng độ oxy thấp có thể có mức độ biểu hiện CD142 khác so với MSCs được nuôi trong điều kiện oxy bình thường. Việc kiểm soát các yếu tố này có thể giúp điều chỉnh mức độ biểu hiện CD142 và giảm thiểu nguy cơ đông máu.

VI. Ứng Dụng CD142 Hướng Đến Truyền MSCs An Toàn Hiệu Quả

Nghiên cứu về CD142 và các yếu tố ảnh hưởng đến biểu hiện của nó có tiềm năng ứng dụng to lớn trong việc cải thiện tính an toàn và hiệu quả của liệu pháp truyền tế bào gốc trung mô. Bằng cách hiểu rõ cơ chế và các yếu tố liên quan, các nhà khoa học có thể phát triển các phương pháp đánh giá nguy cơ đông máu trước khi truyền, cũng như các quy trình nuôi cấy và xử lý MSCs để giảm thiểu nguy cơ đông máu. Điều này sẽ giúp mở rộng phạm vi ứng dụng của MSCs và mang lại lợi ích cho nhiều bệnh nhân hơn.

6.1. Phát Triển Phương Pháp Đánh Giá Nguy Cơ Đông Máu

Dựa trên những hiểu biết về CD142 và các yếu tố ảnh hưởng đến biểu hiện của nó, các nhà khoa học có thể phát triển các phương pháp đánh giá nguy cơ đông máu trước khi truyền MSCs. Ví dụ, có thể sử dụng xét nghiệm CD142 để đo mức độ biểu hiện CD142 trên MSCs và xác định những bệnh nhân có nguy cơ cao bị đông máu sau khi truyền. Điều này sẽ giúp các bác sĩ đưa ra quyết định điều trị phù hợp và giảm thiểu các biến chứng.

6.2. Tối Ưu Hóa Quy Trình Nuôi Cấy Xử Lý MSCs

Nghiên cứu về CD142 cũng có thể giúp tối ưu hóa quy trình nuôi cấy và xử lý MSCs để giảm thiểu nguy cơ đông máu. Ví dụ, có thể điều chỉnh các yếu tố nuôi cấy như nồng độ oxy và môi trường cytokine để giảm mức độ biểu hiện CD142 trên MSCs. Ngoài ra, có thể sử dụng các phương pháp xử lý MSCs để loại bỏ các tế bào có mức độ biểu hiện CD142 cao trước khi truyền.

Nội dung chính

Tổng quan nghiên cứu

Tế bào gốc trung mô (Mesenchymal Stem Cells - MSCs) là dòng tế bào đa năng có khả năng biệt hóa và tăng sinh, được ứng dụng rộng rãi trong y học tái tạo và điều trị nhiều bệnh lý như suy tim, viêm khớp, tổn thương tủy sống, đái tháo đường tuýp II, và các bệnh thoái hóa khác. Tính đến tháng 3 năm 2023, có khoảng 1505 thử nghiệm lâm sàng liên quan đến liệu pháp MSCs trên tổng số hơn 9000 thử nghiệm tế bào gốc toàn cầu. Tuy nhiên, liệu pháp truyền MSCs tiềm ẩn nguy cơ biến chứng đông máu nghiêm trọng, trong đó thuyên tắc phổi và huyết khối tĩnh mạch là những tác dụng phụ đáng lưu ý, với tỷ lệ tử vong lên đến khoảng 85% trong mô hình động vật.

Dấu ấn mô CD142 (Tissue Factor - TF) là yếu tố khởi đầu con đường đông máu ngoại sinh, được xác định là tác nhân chính gây ra các biến chứng đông máu sau truyền MSCs. Biểu hiện của CD142 trên MSCs chịu ảnh hưởng bởi nhiều yếu tố như nguồn tế bào, môi trường nuôi cấy, thời gian nuôi, mật độ tế bào, điều kiện oxy sinh lý, cytokine viêm, cũng như quy trình rã đông và bảo quản tế bào. Nghiên cứu này nhằm phân tích các yếu tố ảnh hưởng đến biểu hiện CD142 trên MSCs từ các nguồn khác nhau (tủy xương, mô mỡ, dây rốn, tủy răng sữa) trong môi trường nuôi không huyết thanh và không yếu tố động vật, từ đó dự đoán nguy cơ đông máu ở bệnh nhân truyền tế bào gốc trung mô.

Mục tiêu cụ thể bao gồm: (1) Đánh giá hoạt tính đông máu và biểu hiện CD142 trên các nguồn MSCs khác nhau; (2) Phân tích ảnh hưởng của thời gian nuôi, mật độ tế bào, điều kiện oxy sinh lý 2%, cytokine TNF-α và IFN-γ, cũng như điều kiện rã đông và bảo quản ngắn hạn đến biểu hiện CD142 trên MSCs từ dây rốn. Nghiên cứu được thực hiện tại Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ gen Vinmec, Hà Nội, trong năm 2023, góp phần nâng cao hiểu biết về an toàn truyền MSCs và hỗ trợ phát triển liệu pháp tế bào hiệu quả hơn.

Cơ sở lý thuyết và phương pháp nghiên cứu

Khung lý thuyết áp dụng

Nghiên cứu dựa trên các lý thuyết và mô hình sau:

• Lý thuyết về tế bào gốc trung mô (MSCs): MSCs là tế bào đa năng có khả năng biệt hóa thành nhiều dòng tế bào khác nhau, có khả năng điều hòa miễn dịch và tăng sinh mạnh mẽ. Các nguồn MSCs phổ biến gồm tủy xương (BM-MSCs), mô mỡ (AT-MSCs), dây rốn (UC-MSCs) và tủy răng sữa (DP-MSCs).

• Mô hình con đường đông máu ngoại sinh: CD142 (TF) là glycoprotein xuyên màng, đóng vai trò khởi đầu con đường đông máu bằng cách liên kết với yếu tố VIIa, kích hoạt chuỗi phản ứng tạo thrombin và fibrin, dẫn đến hình thành cục máu đông.

• Khái niệm về biểu hiện dấu ấn mô CD142: Biểu hiện CD142 trên MSCs là chỉ số quan trọng dự đoán nguy cơ đông máu sau truyền tế bào. Mức độ biểu hiện chịu ảnh hưởng bởi nguồn tế bào, môi trường nuôi, điều kiện oxy, cytokine viêm, mật độ tế bào và quy trình bảo quản.

• Khái niệm về ảnh hưởng của cytokine và oxy sinh lý: Cytokine tiền viêm như TNF-α và IFN-γ có thể làm tăng biểu hiện CD142, trong khi điều kiện oxy sinh lý (2% oxy) có thể thúc đẩy hoặc điều chỉnh biểu hiện này.

• Khái niệm về kỹ thuật phân tích tế bào theo dòng chảy (flow cytometry): Phương pháp định lượng biểu hiện protein bề mặt CD142 và các dấu ấn MSCs (CD73, CD90, CD105) trên từng tế bào, đánh giá tỷ lệ phần trăm tế bào dương tính và cường độ biểu hiện (MFI).

Phương pháp nghiên cứu

• Nguồn dữ liệu: Nghiên cứu sử dụng các dòng MSCs người từ bốn nguồn chính: mô mỡ (AT-MSCs), tủy xương (BM-MSCs), tủy răng sữa (DP-MSCs), dây rốn (UC-MSCs), cùng với tế bào nội mô tĩnh mạch dây rốn (HUVECs) làm đối chứng sinh học. Tổng cộng 14 dòng tế bào được sử dụng với cỡ mẫu từ 3 đến 5 dòng mỗi loại.

• Phương pháp chọn mẫu: Các dòng tế bào được phân lập, lưu trữ và kiểm định chất lượng theo tiêu chuẩn ISCT 2006, đảm bảo đặc tính MSCs (biểu hiện CD73, CD90, CD105 ≥ 95%, không biểu hiện CD45, CD34, CD11b, CD19, HLA-DR ≤ 2%). Các tế bào được nuôi trong môi trường không huyết thanh, không yếu tố động vật (StemMACS MSC Expansion Media Kit XF).

• Phương pháp phân tích:

  • Phân tích biểu hiện CD142 bằng flow cytometry, đánh giá tỷ lệ tế bào dương tính và MFI.
  • Đo thời gian hình thành cục fibrin trong huyết tương nghèo tiểu cầu để đánh giá hoạt tính đông máu của các dòng tế bào.
  • Phân tích biểu hiện gen TFF3 (mã hóa CD142), COL1A1, TFPI, PTGIR bằng real-time PCR.
  • Thí nghiệm khảo sát ảnh hưởng của các yếu tố: thời gian nuôi (thế hệ 2-10), mật độ tế bào (2x10³, 8x10³, 32x10³ tế bào/cm²), điều kiện oxy sinh lý 2%, cytokine TNF-α và IFN-γ (5 và 10 ng/ml, đơn lẻ và phối hợp), điều kiện rã đông và bảo quản ngắn hạn (0, 4, 8 giờ ở 4°C).
  • So sánh ảnh hưởng của dung dịch đệm truyền NaCl 0.9% và Ringer’s lactate đến hoạt tính đông máu.

• Timeline nghiên cứu:

  • Rã đông và nuôi tế bào từ thế hệ 2 đến 10 trong môi trường không huyết thanh.
  • Thực hiện các thí nghiệm phân tích biểu hiện CD142, thời gian tạo cục fibrin, và biểu hiện gen trong khoảng thời gian 6-12 tháng.
  • Phân tích dữ liệu bằng phần mềm GraphPad Prism 8, sử dụng ANOVA một và hai nhân tố, mức ý nghĩa p<0.05.

Kết quả nghiên cứu và thảo luận

Những phát hiện chính

1. Hoạt tính đông máu và thời gian tạo cục fibrin khác biệt giữa các nguồn MSCs:

   • AT-MSCs có thời gian tạo cục fibrin nhanh nhất, tiếp theo là UC-MSCs, DP-MSCs, BM-MSCs và cuối cùng là HUVECs (đối chứng).
   • Thời gian tạo cục fibrin của AT-MSCs nhanh hơn BM-MSCs với p=0.0047 (NaCl 0.9%) và p=0.0041 (Ringer’s lactate).
   • BM-MSCs và HUVECs có sự khác biệt có ý nghĩa thống kê so với các dòng MSCs khác (p<0.01).
   • Ảnh hưởng của dung dịch đệm truyền đến thời gian tạo cục fibrin không có ý nghĩa thống kê khi có tế bào.

2. Biểu hiện gen TFF3 (CD142) cao nhất ở UC-MSCs, tiếp theo là AT-MSCs và DP-MSCs, trong khi BM-MSCs và HUVECs gần như không biểu hiện:

   • Mức biểu hiện TFF3 của UC-MSCs gấp khoảng 3 lần BM-MSCs (p<0.05).
   • Tương quan biểu hiện gen phù hợp với hoạt tính đông máu đo bằng thời gian tạo cục fibrin.

3. Biểu hiện protein CD142 trên bề mặt MSCs đồng biểu hiện với các dấu ấn MSCs CD73, CD90, CD105 trên hơn 95% tế bào:

   • Điều này khẳng định CD142 là dấu ấn bề mặt phổ biến trên MSCs từ dây rốn.

4. Ảnh hưởng của các yếu tố đến biểu hiện CD142 trên UC-MSCs:

   • Thời gian nuôi tế bào làm giảm biểu hiện CD142 rõ rệt ở các thế hệ nuôi cao hơn (thế hệ 10 so với thế hệ 2).
   • Mật độ tế bào tăng làm tăng tỷ lệ tế bào biểu hiện CD142 và MFI (p<0.01).
   • Nuôi trong điều kiện oxy sinh lý 2% làm tăng biểu hiện CD142 so với 21% oxy (p<0.05).
   • Cytokine TNF-α và IFN-γ đơn lẻ hoặc phối hợp làm tăng biểu hiện CD142 đáng kể (p<0.01), đồng thời rút ngắn thời gian tạo cục fibrin.
   • Quy trình rã đông và bảo quản ngắn hạn (4-8 giờ ở 4°C) làm tăng tỷ lệ tế bào chết và biểu hiện CD142, đồng thời tăng hoạt tính đông máu.

Thảo luận kết quả

Kết quả nghiên cứu cho thấy sự khác biệt rõ rệt về hoạt tính đông máu và biểu hiện CD142 giữa các nguồn MSCs, trong đó BM-MSCs có mức độ thấp nhất, phù hợp với các báo cáo trước đây về tính an toàn cao của dòng tế bào này. AT-MSCs và UC-MSCs có hoạt tính đông máu cao hơn, tương ứng với mức biểu hiện CD142 cao, làm tăng nguy cơ biến chứng huyết khối khi truyền.

Ảnh hưởng của môi trường nuôi không huyết thanh và không yếu tố động vật giúp giảm thiểu sự gia tăng biểu hiện CD142 do huyết thanh động vật gây ra, đồng thời phù hợp với xu hướng phát triển liệu pháp tế bào an toàn hơn. Việc nuôi trong điều kiện oxy sinh lý 2% làm tăng biểu hiện CD142 có thể do cơ chế điều hòa phiên mã qua yếu tố HIF-1α, phù hợp với các nghiên cứu trên tế bào ung thư và đại thực bào.

Cytokine viêm TNF-α và IFN-γ kích thích biểu hiện CD142, làm tăng nguy cơ đông máu, phản ánh tình trạng viêm trong cơ thể bệnh nhân có thể làm trầm trọng thêm biến chứng huyết khối sau truyền MSCs. Điều này nhấn mạnh tầm quan trọng của việc kiểm soát viêm và lựa chọn thời điểm truyền tế bào phù hợp.

Thời gian nuôi tế bào làm giảm biểu hiện CD142 nhưng cũng làm giảm tiềm năng điều trị do suy giảm khả năng tăng sinh và biệt hóa, đòi hỏi cân bằng giữa an toàn và hiệu quả. Mật độ tế bào cao làm tăng biểu hiện CD142, có thể do tương tác tế bào và tín hiệu môi trường, cần kiểm soát mật độ nuôi để giảm nguy cơ đông máu.

Quy trình rã đông và bảo quản ảnh hưởng tiêu cực đến biểu hiện CD142 và hoạt tính đông máu, do tăng tế bào chết và giải phóng phosphatidylserine, kích hoạt TF. Điều này cho thấy cần tối ưu quy trình bảo quản và xử lý tế bào trước khi truyền.

Dữ liệu có thể được trình bày qua biểu đồ so sánh thời gian tạo cục fibrin giữa các dòng tế bào, biểu đồ cột biểu hiện gen TFF3, biểu đồ đường thể hiện ảnh hưởng thời gian nuôi và mật độ tế bào đến biểu hiện CD142, cũng như biểu đồ thanh thể hiện tác động của cytokine và điều kiện oxy.

Đề xuất và khuyến nghị

1. Kiểm soát nguồn MSCs sử dụng trong liệu pháp: Ưu tiên sử dụng BM-MSCs hoặc các dòng MSCs có biểu hiện CD142 thấp để giảm nguy cơ đông máu, đặc biệt trong các trường hợp bệnh nhân có nguy cơ huyết khối cao. Thời gian thực hiện: ngay lập tức; Chủ thể: các trung tâm nghiên cứu và điều trị tế bào gốc.

2. Tối ưu môi trường nuôi cấy: Sử dụng môi trường không huyết thanh, không yếu tố động vật để hạn chế tăng biểu hiện CD142 do huyết thanh động vật gây ra. Thời gian: áp dụng trong quy trình nuôi cấy hiện tại; Chủ thể: phòng thí nghiệm và nhà sản xuất môi trường nuôi tế bào.

3. Điều chỉnh mật độ và thời gian nuôi tế bào: Nuôi tế bào ở mật độ vừa phải và hạn chế số thế hệ nuôi để cân bằng giữa hiệu quả điều trị và an toàn truyền tế bào, tránh tăng biểu hiện CD142. Thời gian: trong quá trình chuẩn bị tế bào; Chủ thể: kỹ thuật viên phòng thí nghiệm.

4. Kiểm soát điều kiện oxy và viêm: Nuôi tế bào trong điều kiện oxy sinh lý 2% và kiểm soát cytokine viêm trong môi trường nuôi để giảm biểu hiện CD142, đồng thời theo dõi tình trạng viêm của bệnh nhân trước khi truyền tế bào. Thời gian: trong quá trình nuôi và trước truyền; Chủ thể: nhà nghiên cứu và bác sĩ lâm sàng.

5. Tối ưu quy trình rã đông và bảo quản tế bào: Giảm thời gian bảo quản ở nhiệt độ thấp, sử dụng dung dịch đệm phù hợp (ưu tiên NaCl 0.9%), và xử lý tế bào nhanh chóng để giảm tế bào chết và biểu hiện CD142. Thời gian: trong quy trình chuẩn bị tế bào; Chủ thể: kỹ thuật viên phòng thí nghiệm và nhân viên y tế.

Đối tượng nên tham khảo luận văn

1. Nhà nghiên cứu tế bào gốc và công nghệ sinh học: Nghiên cứu cung cấp dữ liệu chi tiết về biểu hiện CD142 và các yếu tố ảnh hưởng, hỗ trợ phát triển liệu pháp tế bào an toàn và hiệu quả.

2. Bác sĩ lâm sàng và chuyên gia điều trị tế bào gốc: Thông tin về nguy cơ đông máu và cách dự đoán qua dấu ấn CD142 giúp lựa chọn nguồn tế bào và quy trình truyền phù hợp, giảm biến chứng cho bệnh nhân.

3. Nhà sản xuất môi trường nuôi cấy và thiết bị y sinh: Nghiên cứu chỉ ra tầm quan trọng của môi trường nuôi không huyết thanh và không yếu tố động vật, hỗ trợ cải tiến sản phẩm đáp ứng yêu cầu an toàn.

4. Cơ quan quản lý và hoạch định chính sách y tế: Cung cấp cơ sở khoa học để xây dựng hướng dẫn an toàn trong ứng dụng liệu pháp tế bào gốc, đặc biệt về kiểm soát nguy cơ đông máu.

Câu hỏi thường gặp

1. Tại sao biểu hiện CD142 lại quan trọng trong liệu pháp MSCs?
   CD142 là yếu tố khởi đầu con đường đông máu ngoại sinh, biểu hiện cao trên MSCs có thể kích hoạt đông máu, gây biến chứng huyết khối nghiêm trọng sau truyền tế bào. Ví dụ, AT-MSCs có biểu hiện CD142 cao hơn BM-MSCs, tương ứng với nguy cơ đông máu cao hơn.

2. Nguồn MSCs nào an toàn nhất về mặt nguy cơ đông máu?
   BM-MSCs được đánh giá là an toàn nhất với biểu hiện CD142 thấp và hoạt tính đông máu tối thiểu, phù hợp cho các liệu pháp cần ưu tiên an toàn. Trong khi đó, UC-MSCs và AT-MSCs có biểu hiện CD142 cao hơn.

3. Môi trường nuôi cấy ảnh hưởng thế nào đến biểu hiện CD142?
   Môi trường có huyết thanh động vật như FBS làm tăng biểu hiện CD142, trong khi môi trường không huyết thanh và không yếu tố động vật giúp giảm biểu hiện này, giảm nguy cơ đông máu.

4. Điều kiện oxy sinh lý 2% có tác động gì đến MSCs?
   Oxy sinh lý 2% làm tăng biểu hiện CD142 trên MSCs, có thể do cơ chế điều hòa phiên mã qua HIF-1α, đồng thời giúp duy trì tính gốc và tăng sinh tế bào. Cần cân nhắc giữa lợi ích và nguy cơ đông máu.

5. Làm thế nào để giảm nguy cơ đông máu khi truyền MSCs?
   Ngoài lựa chọn nguồn tế bào và môi trường nuôi, cần kiểm soát mật độ tế bào, thời gian nuôi, tránh tế bào chết nhiều do rã đông và bảo quản, đồng thời theo dõi tình trạng viêm và sử dụng thuốc chống đông phù hợp khi cần thiết.

Kết luận

• MSCs từ các nguồn khác nhau biểu hiện CD142 và hoạt tính đông máu khác biệt rõ rệt, trong đó BM-MSCs có mức độ thấp nhất, phù hợp cho liệu pháp an toàn.
• Môi trường nuôi không huyết thanh và không yếu tố động vật giúp giảm biểu hiện CD142, hạn chế nguy cơ đông máu.
• Thời gian nuôi, mật độ tế bào, điều kiện oxy sinh lý và cytokine viêm là các yếu tố quan trọng ảnh hưởng đến biểu hiện CD142 trên MSCs.
• Quy trình rã đông và bảo quản tế bào cần được tối ưu để giảm tế bào chết và biểu hiện CD142, đảm bảo an toàn truyền tế bào.
• Nghiên cứu cung cấp cơ sở khoa học để phát triển các giải pháp giảm biến chứng đông máu trong liệu pháp MSCs, hướng tới ứng dụng lâm sàng hiệu quả và an toàn hơn.

Next steps: Áp dụng các khuyến nghị trong quy trình

Trích đoạn nội dung tài liệu

CHƯƠNG 1. Tổng quan về tế bào gốc trung mô 1. Sơ lược về tế bào gốc trung mô Tế bào gốc trung mô (Mesenchymal Stem Cells - MSCs) là một tập hợp các dòng tế bào gốc đa năng, được tìm thấy trong nhiều loại mô trưởng thành, mô chu sinh và mô thai nhi [13]. Mặc dù sự tồn tại của MSCs đã được đề xuất bởi Cohnheim vào năm 1867, nhưng phải đến năm 1970, người ta mới thừa nhận sự tồn tại của loại tế bào gốc đa năng này khi chúng lần đầu được phân lập từ tủy xương bởi Friedenstein [28].

MSCs có nhiều đặc tính nổi bật có thể kể đến như khả năng tăng sinh mạnh mẽ, cả trong cơ thể và môi trường nuôi nhân tạo; khả năng điều hòa miễn dịch/chống viêm nhờ biểu hiện thấp MHC lớp I và không biểu hiện HLA-DR - kháng nguyên đóng vai trò then chốt trong thải ghép; khả năng biệt hóa thành các dòng tế bào khác nhau như nguyên bào xương, tế bào sụn, tế bào mỡ, tế bào hình thoi, tế bào cơ, tế bào thần kinh, tế bào da, tế bào giác mạc và nguyên bào sợi, v. Do tiềm năng biệt hóa lớn nên tế bào gốc trung mô được coi là một công cụ đầy hứa hẹn cho các phương pháp tiếp cận y học tái tạo. Các đặc tính và tiềm năng ứng dụng của MSCs phần nào khác nhau phụ thuộc vào nguồn phân lập của chúng. Các nguồn phân lập tế bào gốc trung mô MSCs có thể được phân lập từ nhiều nguồn khác nhau.

Các tế bào gốc từ tủy xương là nguồn MSCs đầu tiên được báo cáo, và cho đến nay vẫn là dòng tế bào được nghiên cứu thường xuyên nhất, cũng như là được chỉ định làm tiêu chuẩn vàng trong các nghiên cứu về MSCs [118]. Bên cạnh tủy xương, một số nguồn chính cho phân lập MSCs có thể được chỉ ra như mô mỡ, dây rốn, tủy răng, máu ngoại vi, nội mạc tử cung, da, cơ, v. Trong số những nguồn MSCs này, tủy xương (Bone Marrow- derived Mesenchymal Stromal Cells - BM-MSCs), mô mỡ (Adipose Tissue-derived Mesenchymal Stromal Cells - AT-MSCs), dây rốn (Umbilical Cord-derived Mesenchymal Stem Cells - UC-MSCs) là các nguồn chính được sử dụng trong nghiên 3 Luận văn Thạc sĩ Khoa học Lê Đức Sơn – K29 Công nghệ Sinh học cứu ứng dụng lâm sàng. Ngoài ra, tủy răng (Dental Pulp-derived Mesenchymal Stem Cells - DP-MSCs) cũng là một nguồn hứa hẹn trong y học tái tạo.

BM-MSCs là quần thể tế bào nằm trong lớp nền của tủy xương. Chúng có ưu điểm về tiềm năng tăng sinh nhanh chóng và tính an toàn sau cấy ghép [17], khiến chúng trở thành một công cụ quan trọng trong y học tái tạo. Tuy nhiên BM-MSCs cũng có những điểm hạn chế. Chúng được phân lập bằng cách chọc hút dịch tủy xương.

Kỹ thuật phân lập tuy đơn giản và thuận tiện nhưng lại gây khó chịu cho bệnh nhân vì có tính xâm lấn cao, đau đớn và cần gây mê toàn thân [17]. Sau phân lập, BM-MSCs chỉ chiếm 0.01% tổng số quần thể tế bào thu thập được từ tủy xương [8]. Đặc điểm của BM-MSCs cũng phụ thuộc nhiều vào độ tuổi, giới tính và tình trạng bệnh lý của người hiến tặng [90]. Những vấn đề này là “nhẹ nhàng” hơn đối với AT-MSCs.

AT-MSCs là một nguồn MSCs hứa hẹn bởi chúng dễ dàng được phân lập với số lượng lớn thông qua phương pháp hút mỡ xâm lấn tối thiểu [88]. AT-MSCs sở hữu những đặc tính tương tự BM-MSCs bao gồm khả năng điều hòa miễn dịch, khả năng tăng sinh nhanh chóng. Hơn thế, đặc tính của AT-MSCs ít bị ảnh hưởng bởi độ tuổi hơn so với BM-MSCs [23]. Tuy nhiên do quá trình phân lập bằng kỹ thuật hút mỡ khiến AT-MSCs trở nên kém hấp dẫn hơn so với UC-MSCs và DP-MSCs, vốn không yêu cầu các thao tác xâm lấn phức tạp để thu thập.

UC-MSCs có thể thu được từ các phần khác nhau của dây rốn, chẳng hạn như lớp Wharton Jelly, mô quanh mạch và khoang nội mạch, thông qua một phương pháp không xâm lấn, không đau và an toàn [80]. UC-MSCs thể hiện khả năng tăng sinh và biệt hóa lớn so với BM-MSCs [20]. Đặc biệt, chúng ít gặp vấn đề liên quan đến đạo đức vì dây rốn là bộ phận thường được loại bỏ sau khi sinh. Sự hiện diện của các dạng quần thể MSCs khác nhau trong răng đã được mô tả và tùy thuộc vào vị trí phân lập mà chúng được gọi là tế bào gốc tủy răng (DP- MSCs), tế bào gốc dây chằng nha chu, tế bào gốc đỉnh nhú, tế bào gốc nang răng và tế bào gốc mô nướu [89].

Trong số các dòng tế bào gốc này, DP-MSCs được chú ý vì khả năng tiếp cận dễ dàng. DP-MSCs có thể được phân lập từ răng trưởng thành, 4 Luận văn Thạc sĩ Khoa học Lê Đức Sơn – K29 Công nghệ Sinh học hoặc răng sữa khi chúng được thay mới. Vì vậy, DP-MSCs từ răng sữa là nguồn MSCs dễ tiếp cận và không gặp vấn đề đạo đức khi mà chúng có thể được thu thập từ các mô bị loại bỏ về mặt lâm sàng/sinh học [61]. Không chỉ dễ phân lập, đặc tính của DP-MSCs cũng không hề thua kém các dòng MSCs khác.

DP-MSCs thể hiện khả năng điều hòa miễn dịch và biệt hóa đa dòng tương tự BM- và AT-MSCs, thậm chí khả năng tăng sinh còn nhanh hơn so với BM- và AT-MSCs [116]. Đồng thời, DP- MSCs còn sở hữu khả năng chống lão hóa mạnh hơn trong môi trường căng thẳng oxy hóa [116]. Hơn thế, DP-MSCs có tiềm năng lớn trong việc tái tạo các mô cơ quan có nguồn gốc tế bào thần kinh [99], qua đó nâng cao tiềm năng trị liệu của MSCs. Tiềm năng trị liệu của tế bào gốc trung mô Hiện nay MSCs đã và đang được thử nghiệm cho điều trị một loạt các bệnh như nhồi máu cơ tim, bệnh viêm ruột, ung thư, rối loạn hệ thần kinh, các bệnh về răng hàm mặt, SARS-CoV-2, bệnh Crohn, bệnh ghép chống chủ, v.

Theo Thư viện Y khoa Quốc gia Hoa Kỳ, tổng cộng 9356 thử nghiệm lâm sàng về liệu pháp tế bào gốc trên toàn thế giới đã được đăng ký cho đến ngày 23/3/2023. Trong số đó, 1505 thử nghiệm có liên quan đến liệu pháp MSCs [122]. Các thử nghiệm lâm sàng dựa trên MSCs chủ yếu được áp dụng cho viêm, chữa lành vết thương, nhiễm khuẩn, rối loạn chức năng cơ quan, cũng như các bệnh thoái hóa ở các cơ quan và mô khác nhau (Hình 1. Việt Nam cũng đang chứng kiến sự gia tăng mạnh mẽ của các nghiên cứu về tế bào gốc nói chung và MSCs nói riêng.

Một số thử nghiệm về MSCs trong điều trị bệnh đã được thực hiện, có thể kể đến như: sử dụng BM-MSCs để điều trị suy tim (2007); sử dụng AT-MSCs để điều trị viêm khớp gối (2012), tổn thương tủy sống (2013), phổi tắc nghẽn mãn tính (2015); sử dụng UC-MSCs để điều trị phổi tắc nghẽn mãn tính (2020) [51, 106], v. Đặc biệt, viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ gen Vinmec cũng là một cơ sở nổi tiếng ở Việt Nam chuyên về lĩnh vực tế bào gốc. Một số nghiên cứu nổi bật trong các năm gần đây bao gồm: sử dụng BM-MSCs tự thân để điều trị bại não (2017) [63], sử dụng UC-MSCs để điều trị loạn sản phế quản phổi (2020) [64], sử dụng BM-MSCs tự thân để điều trị đái tháo đường tuýp II (2021) 5 Luận văn Thạc sĩ Khoa học Lê Đức Sơn – K29 Công nghệ Sinh học [62], sử dụng AT-MSCs để điều trị cho bệnh nhân suy giảm chức năng tình dục (2021) [65], sử dụng BM-MSCs để điều trị trẻ tự kỷ (2021) [67], sử dụng UC-MSCs để điều trị di chứng thần kinh nghiêm trọng do viêm não (2022) [66], v. Các bệnh đã được nghiên cứu, điều trị bằng liệu pháp MSCs [42].

Hiện tượng đông máu sau truyền tế bào gốc trung mô 1. Báo cáo trên mô hình động vật và bệnh nhân MSCs đã cho thấy những tiềm năng trong ứng dụng y học tái tạo và điều trị bệnh, tuy nhiên vẫn tồn tại những thách thức lớn về vấn đề an toàn. Một số nghiên cứu đã cho thấy MSCs kích hoạt quá trình đông máu và gây ra biến chứng huyết khối ở cả mô hình động vật và trên bệnh nhân điều trị. Tỷ lệ tử vong cao ∼85% ở chuột đã được ghi nhận sau khi truyền AT-MSCs qua tĩnh mạch với nguyên nhân là do thuyên tắc phổi [98].

Một thử nghiệm khác trên chuột cho thấy tiêm AT-MSCs dẫn đến giảm tuần hoàn máu. Kiểm tra sau đó phát hiện có MSCs mắc kẹt trong hệ thống mao mạch, dẫn đến 25-40% động vật tử vong do thuyên tắc phổi, tương ứng với liều truyền 0.2x106 và 1x106 tế bào [30]. Thậm chí, BM-MSCs, một dòng tế bào gốc có tính an toàn cao cũng thể hiện hoạt tính đông máu và hình thành huyết khối gây tắc nghẽn vi mạch trên lợn (truyền 25x106 tế bào) [37]. Nghiên cứu gần đây cũng chỉ ra 6 Luận văn Thạc sĩ Khoa học Lê Đức Sơn – K29 Công nghệ Sinh học hoạt tính đông máu của MSCs có phụ thuộc vào liều truyền.

Truyền BM-MSCs trên chuột ở mức 5x106/kg hoặc ít hơn dẫn đến hoạt tính đông máu tối thiểu, nhưng vẫn phát hiện lượng nhỏ tế bào mắc kẹt trong phổi. Liều truyền từ 5-10x106/kg tuy làm gia tăng tình trạng đông máu với chỉ số đông máu prothrombin time kéo dài nhưng không tạo ra khác biệt có ý nghĩa thống kê. Liều truyền trên 10x106/kg dẫn đến hình thành huyết khối mạnh mẽ với các chỉ số nồng độ fibrinogen và tiểu cầu thấp đáng kể, tăng nồng độ lactate và gia tăng bạch cầu trong phổi [109]. Các biến chứng sau cấy ghép MSCs trên bệnh nhân cũng được ghi nhận.

Năm 2013, một người đàn ông tại Hàn Quốc đến bệnh viện thăm khám vì cơn đau ngực bắt đầu từ một tháng trước. Bệnh viện sau đó phát hiện nhiều vị trí thuyên tắc trong các nhánh động mạch phổi của cả hai phổi, đồng thời có biến chứng nhồi máu phổi phải. Được biết, người đàn ông này trước đó đã từng 3 lần truyền tĩnh mạch AT- MSCs để điều trị thoát vị đĩa đệm cột sống, tại một cơ sở chưa đủ thẩm quyền để điều trị bằng liệu pháp MSCs. Cha mẹ của người đàn ông này cũng thực hiện liệu pháp tương tự năm lần.

Kết quả chụp cắt lớp phát hiện cả hai người đều có nhiều thuyên tắc ở cả hai nhánh động mạch phổi kèm theo tràn dịch phổi phải [47]. Trong một báo cáo khác, hai bệnh nhân ghép thận và bệnh thận mãn tính đã trải qua huyết khối sau khi truyền UC-MSCs (6x107 tế bào, tương đương 1x106/kg thể trọng). Vào ngày thứ hai và thứ ba sau khi truyền, cả hai đều bị đau và sưng gần vị trí tiêm.