Luận án tiến sĩ: Sản xuất bioethanol tiên tiến từ nước cọ dừa nipa thông qua lên men axit axetic

Luận án tiến sĩ nghiên cứu sản xuất bioethanol tiên tiến từ nước cọ dừa nipa thông qua quá trình lên men axit acetic, ứng dụng công nghệ sinh học hiện đại.

• Tác giả: Nguyen Van Dung
• Trường học: Graduate School of Energy Science, Kyoto University
• Chuyên ngành: Energy Science
• Đề tài: Advanced Bioethanol Production from Nipa Palm Sap via Acetic Acid Fermentation
• Loại tài liệu: thesis
• Năm xuất bản: 2017
• Địa điểm: Kyoto

Tóm tắt

I. Sản xuất bioethanol từ nước cọ dừa nipa

Sản xuất bioethanol từ nước cọ dừa nipa là một quy trình tiên tiến, tập trung vào việc tận dụng nguồn nguyên liệu sinh học dồi dào và bền vững. Nước cọ dừa nipa chứa hàm lượng đường cao, bao gồm sucrose, glucose, và fructose, là nguồn nguyên liệu lý tưởng cho quá trình lên men. Quy trình này không chỉ giảm thiểu sự phụ thuộc vào nhiên liệu hóa thạch mà còn góp phần bảo vệ môi trường. Công nghệ lên men axit axetic được áp dụng để chuyển hóa đường thành ethanol, mang lại hiệu suất cao và ổn định. Nghiên cứu này nhấn mạnh tiềm năng của nước cọ dừa nipa trong việc sản xuất nhiên liệu sinh học tái tạo, đồng thời đề xuất các phương pháp tối ưu hóa quy trình.

1.1. Nguyên liệu sinh học từ nước cọ dừa nipa

Nước cọ dừa nipa là một nguồn nguyên liệu sinh học giàu đường, được thu hoạch từ cây cọ nipa (Nypa fruticans). Loại cây này phát triển mạnh ở vùng đất ngập mặn, không cần nhiều chăm sóc và phân bón. Nước cọ dừa nipa chứa các loại đường dễ lên men như sucrose, glucose, và fructose, giúp quá trình sản xuất bioethanol trở nên hiệu quả hơn so với các nguyên liệu giàu tinh bột hoặc lignocellulose. Nghiên cứu chỉ ra rằng, việc sử dụng nước cọ dừa nipa không chỉ giảm chi phí sản xuất mà còn hạn chế tác động tiêu cực đến môi trường.

1.2. Quy trình sản xuất ethanol từ nước cọ dừa nipa

Quy trình sản xuất ethanol từ nước cọ dừa nipa bao gồm các bước chính: thu hoạch, thủy phân, lên men, và tinh chế. Quá trình lên men axit axetic đóng vai trò quan trọng trong việc chuyển hóa đường thành ethanol. Vi khuẩn Moorella thermoacetica được sử dụng để thúc đẩy quá trình lên men, đảm bảo hiệu suất cao và ổn định. Nghiên cứu cũng chỉ ra rằng, việc tối ưu hóa điều kiện lên men như nhiệt độ, pH, và nồng độ chất dinh dưỡng có thể cải thiện đáng kể sản lượng ethanol.

II. Công nghệ lên men axit axetic tiên tiến

Công nghệ lên men axit axetic là một phương pháp tiên tiến trong sản xuất bioethanol, đặc biệt khi áp dụng với nước cọ dừa nipa. Quá trình này sử dụng vi khuẩn Moorella thermoacetica để chuyển hóa đường thành axit axetic, sau đó tiếp tục chuyển hóa thành ethanol. Công nghệ lên men này không chỉ mang lại hiệu suất cao mà còn giảm thiểu chất thải và tối ưu hóa nguồn nguyên liệu. Nghiên cứu đã chứng minh rằng, việc kiểm soát chặt chẽ các điều kiện lên men như nhiệt độ, pH, và nồng độ khí CO2 có thể cải thiện đáng kể sản lượng ethanol.

2.1. Ảnh hưởng của điều kiện khí đến quá trình lên men

Nghiên cứu đã khảo sát ảnh hưởng của các điều kiện khí khác nhau đến quá trình lên men axit axetic. Kết quả cho thấy, việc sử dụng khí CO2 trong quá trình lên men giúp tăng cường hoạt động của vi khuẩn Moorella thermoacetica, từ đó cải thiện sản lượng axit axetic và ethanol. Ngược lại, việc sử dụng khí N2 không mang lại hiệu quả tương tự. Điều này chứng minh tầm quan trọng của việc lựa chọn điều kiện khí phù hợp trong công nghệ lên men.

2.2. Thủy phân nước cọ dừa nipa cho lên men

Thủy phân nước cọ dừa nipa là bước quan trọng để giải phóng các loại đường tự do, tạo điều kiện thuận lợi cho quá trình lên men. Nghiên cứu đã so sánh hiệu quả của các chất xúc tác khác nhau trong quá trình thủy phân, bao gồm enzyme và axit. Kết quả cho thấy, việc sử dụng enzyme mang lại hiệu quả cao hơn, đồng thời giảm thiểu tác động tiêu cực đến môi trường. Nước cọ dừa nipa sau khi thủy phân được sử dụng làm nguyên liệu cho quá trình lên men, đảm bảo sản lượng ethanol tối ưu.

III. Ứng dụng và triển vọng của sản xuất bioethanol

Sản xuất bioethanol từ nước cọ dừa nipa qua quá trình lên men axit axetic không chỉ mang lại lợi ích kinh tế mà còn góp phần bảo vệ môi trường. Năng lượng tái tạo từ ethanol giúp giảm thiểu sự phụ thuộc vào nhiên liệu hóa thạch, đồng thời giảm phát thải khí nhà kính. Nghiên cứu cũng chỉ ra rằng, việc mở rộng quy mô sản xuất và áp dụng công nghệ tiên tiến có thể tăng cường hiệu quả và tính bền vững của quy trình. Triển vọng tương lai bao gồm việc tối ưu hóa quy trình lên men, phát triển các chủng vi khuẩn mới, và mở rộng ứng dụng trong các ngành công nghiệp khác.

3.1. Giá trị thực tiễn của bioethanol từ nước cọ dừa nipa

Bioethanol sản xuất từ nước cọ dừa nipa có giá trị thực tiễn cao, đặc biệt trong ngành năng lượng và giao thông. Ethanol có thể được sử dụng làm nhiên liệu thay thế hoặc phụ gia cho xăng, giúp giảm phát thải khí CO2. Nghiên cứu cũng chỉ ra rằng, việc sử dụng nước cọ dừa nipa làm nguyên liệu không chỉ giảm chi phí sản xuất mà còn tạo ra nguồn thu nhập bền vững cho cộng đồng địa phương.

3.2. Triển vọng nghiên cứu và phát triển

Triển vọng tương lai của sản xuất bioethanol từ nước cọ dừa nipa bao gồm việc nghiên cứu và phát triển các công nghệ tiên tiến để tối ưu hóa quy trình. Các hướng nghiên cứu tiềm năng bao gồm cải thiện hiệu suất lên men, phát triển các chủng vi khuẩn mới, và mở rộng ứng dụng trong các ngành công nghiệp khác. Nghiên cứu cũng nhấn mạnh tầm quan trọng của việc hợp tác giữa các nhà khoa học, doanh nghiệp, và chính phủ để thúc đẩy sự phát triển bền vững của ngành nhiên liệu sinh học.

Trích đoạn nội dung tài liệu

GRADUATE SCHOOL OF ENERGY SCIENCE KYOTO UNIVERSITY ADVANCED BIOETHANOL PRODUCTION FROM NIPA PALM SAP VIA ACETIC ACID FERMENTATION NGUYEN VAN DUNG A thesis submitted for the degree of Doctor of Philosophy 2017 ADVANCED BIOETHANOL PRODUCTION FROM NIPA PALM SAP VIA ACETIC ACID FERMENTATION NGUYEN VAN DUNG Contents Chapter 1 Introduction 1. Palm and palm sap. Origin and transportation of sap inside palm. Methods for tapping palm sap.

Composition of palm sap. Traditional uses of palm sap. Bioethanol production via acetic acid fermentation. 24 Chapter 2 Effect of Gas Conditions on Acetic Acid Fermentation by Moorella thermoacetica 2.

Materials and methods. Reviving freeze-dried culture and preparation of inoculum. Results and discussion. Fermentation of glucose by M.

thermoacetica under sparged N2. Fermentation of glucose by M. thermoacetica under non-sparged N2. Fermentation of glucose by M.

thermoacetica under sparged CO2. Comparison of acetic acid yield and cell growth under 3 gas conditions. 34 Chapter 3 Hydrolysis of Nipa Sap for Acetic Acid Fermentation 3. Materials and methods.

Results and discussion. Chemical composition of nipa sap. Comparison of the catalysts for acetic acid fermentation. Acetic acid fermentation of hydrolyzed nipa sap by M.

47 Chapter 4 Fed-Batch Fermentation of Nipa Sap to Acetic Acid 4. Materials and methods. Batch fermentation of standard sugars. Fed-batch fermentation of hydrolyzed nipa sap.

Results and discussion. Chemical composition of nipa sap. Choice of substrate concentration and feeding time for fed-batch fermentation. Fed-batch fermentation.

Comparison of fermentation performance during each feeding cycle. 59 Chapter 5 Minimal Nutrient Requirements for Acetic Acid Fermentation of Nipa Sap 5. Materials and methods. Acetic acid fermentation.

Results and discussion. Fermentation of hydrolyzed nipa sap and standard sugars with/without nutrient supplement. Fermentation of hydrolyzed nipa sap without inorganics or yeast extract supplement. 67 Chapter 6 Evaluation of Advanced Bioethanol Production from Nipa Sap 6.

Comparative study of bioethanol production by ethanologen and via acetogen. Process for bioethanol production from nipa sap via M. Comparison of ethanol production from nipa sap by ethanologen and via acetogen. Process simulation for bioethanol production from nipa sap by acetogen.

Results and discussion. 73 Chapter 7 Concluding Remarks 7. Prospects for future research. 88 List of Publications.

90 iv Chapter 1 Introduction 1. Palm and palm sap Rapid depletions and increasing prices of fossil fuels to meet continuously increasing demands are of global concern [1]. Petroleum-based fuels lead to environmental pollution, which results in global warming, health hazards, and ecological imbalances [2]. The shift towards sustainable and environmentally friendly energy sources has generated significant interest in developing biofuel production from plant biomass [3].

Arable land areas for crops such as corn and sugarcane are limited. Agricultural expansion can result in deforestation, which is one of the main factors that is causing climate change [2]. Planting, maintaining, replanting, and growing such crops for ethanol production require various fossil energy inputs such as fertilizers, herbicides, insecticides, machinery, irrigation, and electricity, which can cause social and environmental impacts [4, 5]. The use of available plants that do not require extensive maintenance and much fertilizer will be more appropriate for future biofuel production.

One such industrial plant is palm. It can grow abundantly with little care and can yield sugary sap as a feedstock for bioethanol production [6]. Palms are monocotyledonous angiosperms that belong to the Arecaceae family (also known as Palmae). They include six subfamilies, approximately 200 genera, and around 2,500–2,700 recognized species [7, 8].

Geographically, most are native to tropical and subtropical regions from 44° north to 44° south [7]. Sap from the palms is a sugar-rich exudate that can be obtained from wounded growing parts of a palm [9]. As reviewed by Francisco-Ortega and Zona [10], ~40 global palm species are used commonly to produce sap by local people. Coconut palm (Cocos nucifera), palmyra palm (Borassus flabellifer), sugar palm (Arenga pinnata), nipa palm (Nypa fruticans), kitul palm (Caryota urens), oil palm (Elaeis guineensis), date palm (Phoenix dactylifera), wild date palm (Phoenix sylvestris), and raffia palms (Raphia spp.) were reported as major sugar-yielding palms in Asia and Africa [11].

Limited harvesting of these palms occurs for domestic utilization as a fresh beverage; in animal feed; and/or for the production of brown sugar, alcoholic beverages, and vinegar [4, 10]. These saps contain a high amount of free sugars such as sucrose, glucose, and fructose that can be fermented to bioethanol much more easily than starchy or lignocellulosic materials [3]. 1 Thus, this chapter aims to review the properties of these palm saps for bioethanol production. Origin and transportation of sap inside palm 1.

Origin of sugary sap in palm Many palm species (e., and Metroxylon spp.) preserve their photosynthetic products from leaves as starch inside their stems [12]. During flowering and fruiting, starch is converted into sugars and enters the nutrient flow to be transported toward the growing parts of the plants [9]. The liquid that contains the nutrients and sugars constitutes the sap. Photosynthesis, starch hydrolysis, and sap flow require water that may be taken up from the environment through the roots of standing palms or from the tissues of felled palms [13].

In contrast, palm species such as C. fruticans contain little starch in their stems [11, 14]. To explain the sugar source in this case, Van Die and Tammes [9] proposed that soluble sugars from photosynthesis in the leaves are transported as the mobile phase of the sieve tube system throughout vegetative parts of the palms before they are used directly to form fruits or sap without starch accumulation. Ranasinghe et al.

[15] found that soluble sugars are available in leaf and trunk tissues in sap- and nut-producing coconut palms (C. Sugary sap appears to be the major reserve in this palm rather than starch. Sap transportation in palm Figures 1-1a and b compare the anatomy of a typical tree trunk and an oil palm trunk. Palms are monocotyledonous angiosperms and their anatomy differs from softwood and hardwood [16].

As shown in Fig. 1-1a, a typical tree has concentric vascular tissues: xylem includes sapwood and heartwood parts with pith, whereas phloem is only a narrow layer separated from xylem by a vascular cambium. In contrast, as shown in Figs. 1-1b and c, xylem and phloem in palms are not concentric but are dispersed inside numerous vascular bundles.

These vascular bundles are embedded in ground parenchyma, which is a storage tissue in which starch, a sap source, can be detected [17]. According to Berg [16], water and dissolved minerals flow in xylem, whereas phloem is used to transport aqueous solutions of sugars and other nutrients either from the leaves to the consumption and storage sites or from the storage to the growing sites. Consequently, sap flow, 2 which originates from leaves and/or storage sites, may be transported in the phloem to growing sites during flowering and fruiting. An early study by Molisch (cited in [13]) found many plugged xylem vessels in the inflorescence stalk.

This indicates that xylem vessels are unable to transport bleeding sap. Later reports proved that sap is released from phloem only in a sieve tube system [9]. The sap of deciduous trees such as the maple tree (Acer spp.) can be tapped in early spring and has a lower sugar content (3–5%) compared with palm sap (10–20%) [9, 11]. In contrast with palm, the sap in maple trees flows in the xylem.

According to Essiamah and Eschrich (cited in [18]), starch accumulates in xylem parenchyma cells by late October. During the winter and early spring, this reserve is converted into dissolved sucrose, which is believed to protect the trees from frost damage. Consequently, xylem sap in maple trees can be exuded by drilling holes into the trunk. Because of differences in structure and sap transportation, palm sap tapping is very different.

3 Table 1-1 Distribution and tapping characteristics of various palms. Tapping Age of first Years of Sap yield** Scientific name Common name Distribution Tapped part Tapping method Reference period* (day) tapping (yr) tapping (yr) (L/palm/day) Acrocomia Macaw palm Tropical regions of the Americas (e., Terminal bud Destructive 25 10-14 - 2 [19, 20] aculeata Coyol palm Mexico, Caribbean countries, Paraguay, Argentina) Arenga pinnata Sugar palm Humid areas of tropical South and Southeast Stalk Non-destructive 30-60 5-12 2-5 12-15 [21, 22] Asia (e., India, Sri Lanka, Guam, Papua (Max. 33) New Guinea, Indonesia, Thailand, Vietnam) Arenga wightii Wight's sago India Inflorescence Non-destructive > 20 - - 2 [7, 23] palm (spadix) Attalea butyracea Yagua palm Dry to slightly humid lowlands of American Crown meristem Destructive 20-30 15-25 - 1-3., Columbia) of felled palm Borassus African fan Tropical zone from West Africa through Palm heart Destructive 35-45 35 - 10 [25] aethiopum palm India and Southeast Asia to New Guinea (apical meristem) 4 and Australia Borassus akeassii - Sub-Saharan Africa (e., Senegal, Mali, Stem below Non-destructive Year–round - - 0.1 [27] Borassus Palmyra palm Tropical countries in Asia (e., Nepal, Sri Inflorescence Non-destructive 90-180 20-30 30 6-10 [11, 28, 29] flabellifer Lontar palm Lanka, India, Malaysia, Indonesia, (spadix) Phillipines, Vietnam) Caryota mitis Clustering India, Brunei, Malaysia, Myanmar, Inflorescence Non-destructive - - - - [7, 8] fishtail palm Indonesia, Thailand, Vietnam Caryota urens Kitul palm Humid areas of South Asia (e., India, Sri Stalk (peduncle) Non-destructive 60-90 10-20 3-5 45 [30, 31] Lanka, Malaysia, Indonesia, Philippines) Cocos nucifera Coconut palm Common to tropical lands Inflorescence Non-destructive 40-45 7 20 1., Sri Lanka, India, Myanmar, Thailand, Cambodia) Table 1-1 Distribution and tapping characteristics of various palms. (continued) Corypha utan Buri palm Wide distribution in dry and open areas of Inflorescence Non-destructive 132 30-70 - Max., India, Sri Lanka, Bangladesh, 35] Malaysia, Indonesia, Philippines, Australia) Elaeis guineensis Oil palm Tropical rain forest regions of Africa, Terminal bud Destructive 14-120 > 10 - 4 [13, 36] Southeast Asia, South and Central America Felled trunk Destructive - 25-30 - [37, 38] (e., Nigeria, Ivory Coast, Cameroon, Inflorescence Non-destructive - 6-10 10-15 5 [10, 11, 13, Madagascar, Angola, Malaysia, Indonesia, (spadix) 39] Colombia) Hyphaene Lala palm Arid parts of Africa (e., Madagascar, Terminal bud Destructive - - - - [10, 11, 40] coriacea South Africa) Hyphaene Real fan palm Subtropical, low-lying regions of South Terminal bud Destructive 35-60 - - 1 [41] petersiana Ivory palm Central Africa Hyphaene Doum palm Egypt and other dry regions Apical meristem Destructive 14-25 - - Up to 4 [11] thebaica 5 Jubaea chilensis Chilean palm South America (e., Chile) Apical meristem Destructive 42-56 5-15 - 8 [11, 42] of uprooted palm Apical meristem Non-destructive - - - - [42, 43] Mauritia flexuosa Buriti palm Near swamps and other wet areas in tropical Terminal bud Destructive - - - - [10, 11] South America (e., Trinidad, Colombia, Inflorescence Non-destructive - - - - [11] Venezuela, Guyana, Suriname, French Guinea, Brazil, Ecuador, Peru, Bolivia) Metroxylon sagu Sago palm Humid tropical lowlands, up to an altitude of Stalk Non-destructive > 75 9-12 - 2-10 [12, 44] 700 m (e., Papua New Guinea, Melanesia, Indonesia, Malaysia, Thailand) Nypa fruticans Nipa palm Soft mud and slow-moving tidal areas such Stalk (cut off Non-destructive 60-340 5 50 1., India, Sri Lanka, Bangladesh, Burma, Thailand, Cambodia, Malaysia, Indonesia, Philippines, Vietnam, Nigeria) Phoenix Canary Island Canary Islands Apical meristem Non-destructive - - - - [10, 42] canariensis date palm Table 1-1 Distribution and tapping characteristics of various palms.

(continued) Tapping Age of first Years of Sap yield** Scientific name Common name Distribution Tapped part Tapping method Reference period* (day) tapping (yr) tapping (yr) (L/palm/day) Phoenix Date palm Arid and semiarid regions of western Asia Terminal bud Non-destructive 90-120 - 25 8-10 [2, 13, 48] dactylifera and North Africa (e.